Церамиды – биологически активные липиды с широким спектром биологических и патофизиологических эффектов, выполняющие в жировой ткани (ЖТ) роль вторичного мессенджера, регулирующего метаболический гомеостаз всего организма [83]. Известны 3 пути синтеза церамидов: de novo, сфингомиелиназный и рециркуляции/“спасения” [47]. В настоящем обзоре обобщены данные о физиологических и патофизиологических эффектах ферментов биосинтеза церамидов de novo.
Предпросмотр статьи
Идентификаторы и классификаторы
- SCI
- Биология
Во время второй реакции пути de novo происходит восстановление 3-кетосфинганина 3KSR с образованием сфинганина. Учитывая, что по данным липидомики промежуточный 3-кетосфинганин в клетках встречается редко, считается, что эта реакция происходит очень быстро, причем уровень 3-кетосфинганина не влияет на скорость ее протекания, так как активность 3KSR in vitro выше, чем SPT [88]. Так, на культуре клеток Hek (Human Embryonic Kidney 293), полученной из почек эмбриона человека и характеризующихся 4–8-кратным увеличением биосинтеза церамидов de novo, при масс-спектрометрическом анализе 3- кетосфинголипидов обнаружено не было. При инкубировании клеток Hek с добавлением серина и пальмитиновой кислоты 3-кетодигидроцерамиды были выявлены [50].
Список литературы
1. Бабенко Н.А., Белый А.Н., Харченко В.С. Роль церамидов с различной длиной ацильной цепи в нарушении функционального состояния клеток печени // Таврический медико-биологический вестник. 2013. Т. 16. № 1. ч. 3(61). С. 29-33. EDN: TFRGLL
2. Гамисония А.М. Ген KDSR: [Электронный ресурс] // ГЕНОКАРТА Генетическая энциклопедия. 2020. - URL: https://www.genokarta.ru/gene/KDSR. (Дата обращения: 06.04.2022).
3. Alonso A., Goñi F.M. The Physical Properties of Ceramides in Membranes // Annu. Rev. Biophys. 2018. V. 47. P. 633–654. DOI: 10.1146/annurev-biophys-070317-033309
4. Ardail D., Popa I., Alcantara K. et al. Occurrence of ceramides and neutral glycolipids with unusual long-chain base composition in purified rat liver mitochondria // FEBS Lett. 2001. V. 488. P. 160–164. DOI: 10.1016/s0014-5793(00)02332-2
5. Barbarroja N., Rodriguez-Cuenca S., Nygren H. et al. Increased dihydroceramide/ceramide ratio mediated by defective expression of degs1 impairs adipocyte differentiation and function // Diabetes. 2015. V. 64. № 4. P. 1180-92. DOI: 10.2337/db14-0359
6. Beeler T., Bacikova D., Gable K. et al. The Saccharomyces cerevisiae TSC10/YBR265w Gene Encoding 3-Ketosphinganine Reductase Is Identified in a Screen for Temperature-sensitive Suppressors of the Ca2+-sensitive csg2Δ Mutant // J. Biological Chemistry. 1998. V. 273. № 46. P. 30688–30694. DOI: 10.1074/jbc.273.46.30688
7. Birbes H., Bawab S.E, Hannun Y.A., Obeid L.M. Selective hydrolysis of a mitochondrial pool of sphingomyelin induces apoptosis // FASEB J. 2001. V. 15. P. 2669–2679. com. DOI: 10.1096/fj.01-0539
8. Bonzon-Kulichenko E., Schwudke D., Gallardo N. et al. Central leptin regulates total ceramide content and sterol regulatory element binding protein-1C proteolytic maturation in rat white adipose tissue // Endocrinology. 2009. V. 150. P. 169–178. DOI: 10.1210/en.2008-0505
9. Borodzicz S., Czarzasta K., Kuch M., Cudnoch-Jedrzejewska A. Sphingolipids in cardiovascular diseases and metabolic disorders // Lipids Health Dis. 2015. V. 14. P. 55. -y. DOI: 10.1186/s12944-015-0053 EDN: TFIHNC
10. Breslow D.K., Collins S.R., Bodenmiller B. et al. Orm family proteins mediate sphingolipid homeostasis. // Nature. 2010. V. 463. № 7284. P. 1048-53. DOI: 10.1038/nature08787
11. Buede R., Rinker-Schaffer C., Pinto W.J., Lester R.L., Dickson R.C. Cloning and characterization of LCB1, a Saccharomyces gene required for biosynthesis of the long-chain base component of sphingolipids // J. Bacteriol. 1991. V. 173. P. 4325–4332. DOI: 10.1128/jb.173.14.4325-4332.1991
12. Chatham J.C., Young M.E. Metabolic remodeling in the hypertrophic heart: fuel for thought // Circ. Res. 2012. V. 111. P. 666-8. DOI: 10.1161/circresaha.112.277392
13. Chaurasia B., Kaddai V.A., Lancaster G.I. et al. Adipocyte Ceramides Regulate Subcutaneous Adipose Browning, Inflammation, and Metabolism // Cell Metab. 2016. V. 24. № 6. P. 820-34. DOI: 10.1016/j.cmet.2016.10.002
14. Chen Y., Liu Y., Sullards M.C., Merrill Jr. A.H. An introduction to sphingolipid metabolism and analysis by new technologies // Neuromolecular Med. 2010. V. 12. P. 306–319. DOI: 10.1007/s12017-010-8132-8 EDN: NZNIQT
15. Cogolludo A., Villamor E., Perez-Vizcaino F., Moreno L. Ceramide and Regulation of Vascular Tone // Int J Mol Sci. 2019. V. 20. № 2. P. 411. DOI: 10.3390/ijms20020411 EDN: YWQGCB
16. Davis D., Kannan M., Wattenberg B. Orm/ORMDL proteins: Gate guardians and master regulators // Adv. Biol. Regul. 2018 V. 70. P. 3–18. DOI: 10.1016/j.jbior.2018.08.002
17. Davis D.L., Gable K., Suemitsu J., Dunn T.M., Wattenberg B.W. The ORMDL/Orm-serine palmitoyltransferase (SPT) complex is directly regulated by ceramide: reconstitution of SPT regulation in isolated membranes // J. Biol. Chem. 2019. V. 294. № 13. P. 5146–5156. DOI: 10.1074/jbc.RA118.007291
18. de Mello V., Lankinen M., Schwab U. et al. Link between plasma ceramides, inflammation and insulin resistance: association with serum IL-6 concentration in patients with coronary heart disease // Diabetologia. 2009. V. 52. P. 2612–2615. DOI: 10.1007/s00125-009-1482-9 EDN: CXJNMX
19. Delgado A., Casas J., Llebaria A. et al. Inhibitors of sphingolipid metabolism enzymes // Biochim. Biophys. Acta. 2006. V. 1758. № 12. P. 1957-77. DOI: 10.1016/j.bbamem.2006.08.017
20. Ebel P., vom Dorp K., Petrasch-Parwez E. et al. Inactivation of Ceramide Synthase 6 in Mice Results in an Altered Sphingolipid Metabolism and Behavioral Abnormalities // Journal of Biological Chemistry. 2013. V. 288. № 29. P. 21433–21447. DOI: 10.1074/jbc.M113.479907
21. Fabrias G., Muñoz-Olaya J., Cingolani F. et al. Dihydroceramide desaturase and dihydrosphingolipids: Debutant players in the sphingolipid arena // Progress in Lipid Research, 2012. V. 51. № 2. P. 82–94. DOI: 10.1016/j.plipres.2011.12.002
22. Fang H., Judd R.L. Adiponectin Regulation and Function // Compr. Physiol. 2018. V. 8. № 3. P. 1031–1063. DOI: 10.1002/cphy.c170046 EDN: VIMMEZ
23. Fang Z., Pyne S., Pyne N.J. Ceramide and sphingosine 1-phosphate in adipose dysfunction // Prog. Lipid Res. 2019. V. 74. P. 145–159. DOI: 10.1016/j.plipres.2019.04.001 EDN: EHJLZE
24. Gagliostro V., Casas J., Caretti A. et al. Dihydroceramide delays cell cycle G1/S transition via activation of ER stress and induction of autophagy // The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 2012. V. 44. P. 2135–2143. DOI: 10.1016/j.biocel.2012.08.025
25. Ginkel C., Hartmann D., vom Dorp K. et al. Ablation of neuronal ceramide synthase 1 in mice decreases ganglioside levels and expression of myelin-associated glycoprotein in oligodendrocytes // J. Biol. Chem. 2012. V. 287. P. 41888–41902. DOI: 10.1074/jbc.M112.413500
26. Gosejacob D., Jäger P.S., Vom Dorp K. et al. Ceramide Synthase 5 Is Essential to Maintain C16:0-Ceramide Pools and Contributes to the Development of Diet-induced Obesity // The Journal of Biological Chemistry. 2016. V. 291. № 13. P. 6989–7003. DOI: 10.1074/jbc.M115.691212
27. Gustafsson K., Sander B., Bielawski J., Hannun Y.A., Flygare J. Potentiation of cannabinoid-induced cytotoxicity in mantle cell lymphoma through modulation of ceramide metabolism // Mol. Cancer Res. 2009. V. 7. P. 1086–1098. DOI: 10.1158/1541-7786.MCR-08-0361
28. Hanada K., Hara T., Nishijima M. D-Serine inhibits serine palmitoyltransferase, the enzyme catalyzing the initial step of sphingolipid biosynthesis // FEBS Lett. 2000. V. 474. № 1. P. 63-5. DOI: 10.1016/s0014-5793(00)01579-9 EDN: AFOKZZ
29. Hannun Y.A., Obeid L.M. Principles of bioactive lipid signalling: lessons from sphingolipids // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2008. V. 9. № 2. P. 139-50. DOI: 10.1038/nrm2329
30. Hjelmqvist L., Tuson M., Marfany G. et al. ORMDL proteins are a conserved new family of endoplasmic reticulum membrane proteins // Genome Biol. 2002. V. 3. № 6. RESEARCH0027. DOI: 10.1186/gb-2002-3-6-research0027
31. Holland W.L., Summers S.A. Sphingolipids, insulin resistance, and metabolic disease: new insights from in vivo manipulation of sphingolipid metabolism // Endocr. Rev. 2008. V. 29. P. 381–402. DOI: 10.1210/er.2007-25
32. Hornemann T., Richard S., Rutti M.F. et al. Cloning and initial characterization of a new subunit for mammalian serine-palmitoyltransferase // J. Biol. Chem. 2006. V. 281. P. 37275–37281. DOI: 10.1074/jbc.m608066200
33. Hussain M.M., Jin W., Jiang X.C. Mechanisms involved in cellular ceramide homeostasis // Nutr. Metab. (Lond). 2012. V. 9. P. 71. DOI: 10.1186/1743-7075-9-71 EDN: AWZUFO
34. Jennemann R., Rabionet M., Gorgas K. et al. Loss of ceramide synthase 3 causes lethal skin barrier disruption // Hum. Mol. Genet. 2012. V. 21. P. 586–608. DOI: 10.1093/hmg/ddr494
35. Jin J., Hou Q, Mullen T.D. et al. Ceramide generated by sphingomyelin hydrolysis and the salvage pathway is involved in hypoxia/reoxygenation-induced Bax redistribution to mitochondria in NT-2 cells // J. Biol. Chem. 2008. V. 283. P. 26509–26517. DOI: 10.1074/jbc.M801597200
36. Jin J., Mullen T.D., Hou Q. et al. AMPK inhibitor Compound C stimulates ceramide production and promotes Bax redistribution and apoptosis in MCF7 breast carcinoma cells // J. Lipid Res. 2009. V. 50. P. 2389–2397. DOI: 10.1194/jlr.M900119-JLR200
37. Kasumov T., Li L., Li M. et al. Ceramide as a mediator of non-alcoholic Fatty liver disease and associated atherosclerosis // PLoS One. 2015. DOI: 10.1371/journal.pone.0126910
38. Kihara A., Igarashi Y. FVT-1 is a mammalian 3-ketodihydrosphingosine reductase with an active site that faces the cytosolic side of the endoplasmic reticulum membrane // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 49 243–49 250. DOI: 10.1074/jbc.M405915200
39. Kim G.T., Devi S., Sharma A. et al. Upregulation of the serine palmitoyltransferase subunit SPTLC2 by endoplasmic reticulum stress inhibits the hepatic insulin response // Exp. Mol. Med. 2022. DOI: 10.1038/s12276-022-00766-4 EDN: EHHXMW
40. Klevstig M., Ståhlman M., Lundqvist A. et al. Targeting acid sphingomyelinase reduces cardiac ceramide accumulation in thepost-ischemic heart // J. Mol. Cell. Cardiol. 2016. V. 93. P. 69–72. DOI: 10.1016/j.yjmcc.2016.02.019
41. Kraveka J.M., Li L., Szulc Z.M. Involvement of dihydroceramide desaturase in cell cycle progression in human neuroblastoma cells // J. Biol. Chem. 2007. V. 282. P. 16718-28. DOI: 10.1074/jbc.m700647200
42. Kumagai K., Yasuda S., Okemoto K. et al. CERT mediates intermembrane transfer of various molecular species of ceramides // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. № 8. P. 6488–6495. DOI: 10.1074/jbc.M409290200
43. Laviad E.L., Kelly S., Merrill A.H., Futerman A.H. Modulation of ceramide synthase activity via dimerization // J. Biol. Chem. 2012. V. 287. P. 21025–21033. DOI: 10.1074/jbc.M112.363580
44. Laviad E.L., Albee L., Pankova-Kholmyansky I. et al. Characterization of ceramide synthase 2: tissue distribution, substrate specificity, and inhibition by sphingosine 1-phosphate // J. Biol. Chem. 2008. V. 283. P. 5677–5684. DOI: 10.1074/jbc.M707386200
45. Lee S.Y., Lee H.Y., Song J.H. et al. Adipocyte-Specific Deficiency of De Novo Sphingolipid Biosynthesis Leads to Lipodystrophy and Insulin Resistance // Diabetes. 2017. V. 66. № 10. P. 2596–2609. DOI: 10.2337/db16-1232
46. Levy M., Futerman A.H. Mammalian ceramide synthases // IUBMB Life. 2010. V. 62. № 5. P. 347-56. DOI: 10.1002/iub.319 EDN: NZUJVL
47. Li Y., Talbot C.L., Chaurasia B. Ceramides in Adipose Tissue // Front. Endocrinol. 2020. V. 11. P. 407. DOI: 10.3389/fendo.2020.00407 EDN: ZRGFQR
48. Megha, Sawatzki P., Kolter T., Bittman R., London E. Effect of ceramide N-acyl chain and polar headgroup structure on the properties of ordered lipid domains (lipid rafts) // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 2007. V. 1768. № 9. P. 2205-2212. DOI: 10.1016/J.BBAMEM.2007.05.007
49. Merrill A.H. De novo sphingolipid biosynthesis: A necessary, but dangerous, pathway // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 25843-6. DOI: 10.1074/jbc.R200009200
50. Merrill A.H. Jr., Sullards M.C., Allegood J.C., Kelly S., Wang E. Sphingolipidomics: high-throughput, structure-specific, and quantitative analysis of sphingolipids by liquid chromatography tandem mass spectrometry // Methods. 2005. V. 36. P. 207–224. DOI: 10.1016/j.ymeth.2005.01.009
51. Mesicek J., Lee H., Feldman T. et al. Ceramide synthases 2, 5, and 6 confer distinct roles in radiation-induced apoptosis in HeLa cells // Cell. Signalling. 2010. V. 22. P. 1300–1307. DOI: 10.1016/j.cellsig.2010.04.006 EDN: NYWAFZ
52. Mesika A., Ben-Dor S., Laviad E.L., Futerman A.H. A new functional motif in Hox domain-containing ceramide synthases: identification of a novel region flanking the Hox and TLC domains essential for activity // J. Biol. Chem. 2007. V. 282. P. 27366–27373. DOI: 10.1074/jbc.M703487200
53. Michel C., van Echten-Deckert G., Rother J. et al. Characterization of ceramide synthesis. A dihydroceramide desaturase introduces the 4,5-trans-double bond of sphingosine at the level of dihydroceramide // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. № 36. P. 22432-7. DOI: 10.1074/jbc.272.36.22432
54. Miranda J.J., Barrientos-Gutiérrez T., Corvalan C. et al. Understanding the Rise of Cardiometabolic Diseases in Low- and Middle-Income Countries // Nat. Med. 2019. V. 25. № 11. P. 1667–1679. DOI: 10.1038/s41591-019-0644-7 EDN: HKYQFR
55. Mizutani Y., Kihara A., Igarashi Y. Mammalian Lass6 and its related family members regulate synthesis of specific ceramides // Biochem. J. 2005. V. 390. P. 263–271. DOI: 10.1042/BJ20050291
56. Mullen T.D., Hannun Y.A., Obeid L.M. Ceramide synthases at the centre of sphingolipid metabolism and biology // Biochem. J. 2012. V. 441. № 3. P. 789–802. DOI: 10.1042/BJ20111626 EDN: PGNILL
57. Mullen T.D., Jenkins R.W., Clarke C.J. et al. Ceramide Synthase-dependent Ceramide Generation and Programmed Cell Death: Involvemnt of salvage pathway in regulating postmitochondrial events // J. Biol. Chem. 2011. V. 286. P. 15929–15942. DOI: 10.1074/jbc.M111.230870
58. Omae F., Miyazaki M., Enomoto A. et al. DES2 protein is responsible for phytoceramide biosynthesis in the mouse small intestine // Biochem. J. 2004. V. 379. P. 687-95. DOI: 10.1042/bj20031425
59. Panjarian S., Kozhaya L., Arayssi S. et al. De novo N-palmitoylsphingosine synthesis is the major biochemical mechanism of ceramide accumulation following p53 up-regulation // Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2008. V. 86. P. 41–48. DOI: 10.1016/j.prostaglandins.2008.02.004
60. Park W.J., Park J.W. The effect of altered sphingolipid acyl chain length on various disease models // Biol. Chem. 2015. V. 396. № 6–7. P. 693–705. DOI: 10.1515/hsz-2014-0310
61. Parks B.W., Nam E., Org E. et al. Genetic control of obesity and gut microbiota composition in response to high-fat, high-sucrose diet in mice // Cell Metab. 2013. V. 17. P. 141–152. DOI: 10.1016/j.cmet.2012.12.007 EDN: RHLNVZ
62. Pewzner-Jung Y., Park H., Laviad E.L. et al. A critical role for ceramide synthase 2 in liver homeostasis: I. alterations in lipid metabolic pathways // J. Biol. Chem. 2010. V. 285. P. 10902–10910. DOI: 10.1074/jbc.M109.077594 EDN: NZRXHJ
63. Raichur S., Wang S.T., Chan P.W. et al. CerS2 haploinsufficiency inhibits b-oxidation and confers susceptibility to diet-induced steatohepatitis and insulin resistance // Cell Metab. 2014. V. 20. P. 687–695. DOI: 10.1016/j.cmet.2014.09.015
64. Riebeling C., Allegood J.C., Wang E., Merrill A.H. Jr., Futerman A.H. Two mammalian longevity assurance gene (LAG1) family members, trh1 and trh4, regulate dihydroceramide synthesis using different fatty acyl-CoA donors // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 43 452–43 459. DOI: 10.1074/jbc.M307104200
65. Rimokh R., Gadoux M., Bertheas M.-F. et al. FVT-1, a novel human transcription unit affected by variant translocation t(2;18)(p11;q21) of follicular lymphoma // Blood. 1993. V. 81. P. 136–142.
66. Roberts L.D., Virtue S., Vidal-Puig A., Nicholls A.W., Griffin J.L. Metabolic phenotyping of a model of adipocyte differentiation // Physiol. Genomics. 2009. V. 39. P. 109–119. DOI: 10.1152/physiolgenomics.90365.2008
67. Russo S.B., Baicu C.F., Van Laer A. et al. Ceramide synthase 5 mediates lipid-induced autophagy and hypertrophy in cardiomyocytes // J. Clin. Invest. 2012. V. 122. P. 3919–3930. DOI: 10.1172/JCI63888 EDN: YDHLOF
68. Sassa T., Hirayama T., Kihara A. Enzyme activities of the ceramide synthases CERS2-6 are regulated by phosphorylation in the C-terminal region // J. Biol. Chem. 2016. V. 291. P. 7477–7487. DOI: 10.1074/jbc.M115.695858
69. Separovic D., Kelekar A., Nayak A.K. et al. Increased ceramide accumulation correlates with downregulation of the autophagy protein ATG-7 in MCF-7 cells sensitized to photodamage // Arch. Biochem. Biophys. 2010. V. 494. P. 101–105. DOI: 10.1016/j.abb.2009.11.023
70. Shabbits J.A., Mayer L.D. Intracellular delivery of ceramide lipids via liposomes enhances apoptosis in vitro // Biochim. Biophys. Acta. 2003. V. 1612. № 1. P. 98–106. DOI: 10.1016/s0005-2736(03)00108-1
71. Signorelli P., Munoz-Olaya J.M., Gagliostro V. et al. Dihydroceramide intracellular increase in response to resveratrol treatment mediates autophagy in gastric cancer cells // Cancer Letters. 2009. V. 282. P. 238–243. DOI: 10.1016/j.canlet.2009.03.020
72. Siskind L.J., Colombini M. The lipids C2- and C16-ceramide form large stable channels. Implications for apoptosis // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 38 640–38 644. DOI: 10.1074/jbc.C000587200
73. Sokolowska E., Blachnio-Zabielska A. The Role of Ceramides in Insulin Resistance // Front. Endocrinol. (Lausanne). 2019. V. 10. P. 577. DOI: 10.3389/fendo.2019.00577
74. Sridevi P., Alexander H., Laviad E.L. et al. Stress-induced ER to Golgi translocation of ceramide synthase 1 is dependent on proteasomal processing // Exp. Cell Res. 2010. V. 316. P. 78–91. DOI: 10.1016/j.yexcr.2009.09.027 EDN: NYWFVJ
75. Sridevi P., Alexander H., Laviad E.L. et al. Ceramide synthase 1 is regulated by proteasomal mediated turnover // Biochim. Biophys. Acta. 2009. V. 1793. P. 1218–1227. DOI: 10.1016/j.bbamcr.2009.04.006
76. Stiban J., Caputo L., Colombini M. Ceramide synthesis in the endoplasmic reticulum can permeabilize mitochondria to proapoptotic proteins // J. Lipid Res. 2008. V. 49. № 3. P. 625-34. DOI: 10.1194/jlr.M700480-JLR200
77. Stiban J., Tidhar R., Futerman A.H. Ceramide synthases: roles in cell physiology and signaling // Adv. Exp. Med. Biol. 2010. V. 688. P. 60–71. DOI: 10.1007/978-1-4419-6741-1_4 EDN: NZFYNT
78. Stratford S., Hoehn K.L., Liu F., Summers S.A. Regulation of insulin action by ceramide: dual mechanisms linking ceramide accumulation to the inhibition of Akt/protein kinase B // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. № 35. P. 36608-15. DOI: 10.1074/jbc.M406499200
79. Summers S.A., Chaurasia B., Holland W.L. Metabolic Messengers: Ceramides // Nat. Metab. 2019. V. 1. № 11. P. 1051–1058. DOI: 10.1038/s42255-019-0134-8 EDN: JMHSPP
80. Turpin S.M., Nicholls H.T., Willmes D.M. et al. Obesity-induced CerS6-dependent C16:0 ceramide production promotes weight gain and glucose intolerance // Cell Metab. 2014. V. 20. P. 678–686. DOI: 10.1016/j.cmet.2014.08.002
81. Turpin-Nolan S.M., Brüning J.C. The role of ceramides in metabolic disorders: when size and localization matters // Nat Rev Endocrinol. 2020. V. 16. P. 224–233. DOI: 10.1038/s41574-020-0320-5 EDN: APSEBY
82. Ussher J.R, Koves T.R., Cadete V.J. et al. Inhibition of de novo ceramide synthesis reverses diet-induced insulin resistance and enhances whole-body oxygen consumption // Diabetes. 2010. V. 59. № 10. P. 2453-64. DOI: 10.2337/db09-1293
83. Xia J.Y., Holland W.L., Kusminski C.M. et al. Targeted induction of ceramide degradation leads to improved systemic metabolism and reduced hepatic steatosis // Cell Metab. 2015. V. 22. P. 266-78. DOI: 10.1016/j.cmet.2015.06.007
84. Yang F., Liu C., Liu X. et al. Effect of Epidemic Intermittent Fasting on Cardiometabolic Risk Factors: A Systematic Review and Meta-Analysis of Randomized Controlled Trials // Front. Nutr. 2021. V. 803. DOI: 10.3389/fnut.2021.669325 EDN: JSKCMO
85. Yard B.A., Carter L.G., Johnson K.A. et al. The structure of serine palmitoyltransferase; gateway to sphingolipid biosynthesis // J. Mol. Biol. 2007. V. 370. № 5. P. 870-86. DOI: 10.1016/j.jmb.2007.04.086 EDN: KFUJVJ
86. Zelnik I.D., Ventura A.E., Kim J.L., Silva L.C., Futerman A.H. The role of ceramide in regulating endoplasmic reticulum function. // Biochim. Biophys. Acta Mol. Cell Biol. Lipids. 2020. V. 1865. № 1. P. 158489. DOI: 10.1016/j.bbalip.2019.06.015 EDN: KJGABM
87. Zheng T., Li W., Wang J., Altura B.T., Altura B.M. Sphingomyelinase and ceramide analogs induce contraction and rises in [Ca(2+)](i) in canine cerebral vascular muscle // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2000. V. 278. P. H1421–H1428. DOI: 10.1152/ajpheart.2000.278.5.H1421
88. Zheng W., Kollmeyer J, Symolon H. et al. Ceramides and other bioactive sphingolipid backbones in health and disease: lipidomic analysis, metabolism and roles in membrane structure, dynamics, signaling and autophagy // Biochim. Biophys. Acta. 2006. V. 1758. № 12. P. 1864-84. DOI: 10.1016/j.bbamem.2006.08.009
Выпуск
Другие статьи выпуска
Ангедония, и в частности социальная ангедония – важный психопатологический симптом, играющий ключевую роль в развитии депрессий и шизофрении. У здоровых людей уровень социальной ангедонии ассоциирован с изменением структуры, активации и функциональных связей различных участков префронтальной коры, височной и височно-теменной областей, а также базальных ядер. Для пациентов с шизофренией ключевые фМРТ-корреляты социальной ангедонии локализуются в височной доле. В отношении лиц с депрессией и другими психическими расстройствами полученные результаты недостаточны для обобщения. В отличие от физической ангедонии, социальная не демонстрирует специфичной ассоциации с объемом и активацией прилежащего ядра.
В обзоре обобщены современные сведения литературы о механизмах патогенеза тяжелого, индуцируемого стрессом заболевания – посттравматического стрессового расстройства (ПТСР). Охарактеризованы происходящие при ПТСР гормональные, биохимические, генетические и морфофункциональные изменения в периферических органах и в ЦНС. Выяснилось, что у большинства исследователей сформировалось мнение о ведущей роли хронического воспаления при ПТСР. Приведены данные изучения действия противовоспалительных средств, имеющих узкую биохимическую направленность. Обзор завершается представлением гипотезы о том, что патогенез ПТСР следует рассматривать как интегративный воспалительный процесс периферических и центральных систем. Терапевтическим средством в таком случае, вероятнее всего, должно быть полифункциональное лекарственное средство. Судя по результатам экспериментов авторов, вероятнее всего это должны быть препараты фармакологической группы гепаринов.
Хорошо известно, что витамины являются необходимыми микронутриентами для нормального функционирования всех систем организма и должны поступать в достаточном количестве с пищей. Роль витаминов, продуцирумых кишечной микробиотой, для здоровья хозяина практически не определена. В обзоре рассматриваются свойства восьми водорастворимых витаминов группы B, их комплексные эффекты на функционирование нервной системы. Уделяется внимание малоизученному вопросу – синтезу витаминов группы В кишечной микробиотой и ее роли в дефиците витаминов в организме. Предполагается, что взаимосвязанные факторы – “западная диета”, измененный состав (дисбиоз) кишечной микробиоты и дефицит витаминов группы В вовлечены в патогенез рассеянного склероза, тяжелого аутоиммунного демиелинизирующего заболевания, поражающего людей трудоспособного возраста. Приводятся имеющиеся исследования по оценке уровня витаминов группы B у пациентов с рассеянным склерозом и применению высоких доз этих витаминов для лечения прогрессирующих форм рассеянного склероза. Кроме того, высказывается идея о возможности использования пробиотических бактерий-продуцентов витаминов группы B в терапии рассеянного склероза.
В статье рассматриваются особенности функционирования системы микроциркуляции, в частности современные интегративные представления о микроциркуляторно-тканевой системе, которая обеспечивает кровоснабжение и регуляцию доставки кислорода в соответствии с метаболическими потребностями ткани и органа. В этой системе важная роль принадлежит реологическим свойствам крови и микрореологическим свойствам эритроцитов, которые выступают в качестве интравазальных регуляторов микрокровотока и оказывают существенное влияние на функционирование системы гемостаза. В реализации фундаментальной физиологической функции – кислородного снабжения тканей в соответствии с их метаболическими потребностями – эритроциты выступают не только в качестве транспортера газов, но и сенсора гипоксии и регулятора вазодилатационной функции эндотелия. Рассматриваются проблемы дисфункции микрокровотока и особенности реологических свойств крови у пациентов с тяжелым течением COVID-19.
Издательство
- Издательство
- ИЗДАТЕЛЬСТВО НАУКА
- Регион
- Россия, Москва
- Почтовый адрес
- 121099 г. Москва, Шубинский пер., 6, стр. 1
- Юр. адрес
- 121099 г. Москва, Шубинский пер., 6, стр. 1
- ФИО
- Николай Николаевич Федосеенков (Директор)
- E-mail адрес
- info@naukapublishers.ru
- Контактный телефон
- +7 (495) 2767735