Современная диагностика и биомаркеры арбовирусных инфекций (обзор вирусов денге, Зика, Западного Нила и чикунгунья) (2024)
Арбовирусные инфекции, передающиеся человеку в основном через членистоногих переносчиков, представляют собой значительную глобальную угрозу здоровью населения. Арбовирусы, такие как вирусы денге, Зика, чикунгунья и Западного Нила, продолжают вызывать широкомасштабные вспышки заболеваний, что требует применения современных средств диагностики.
Новые технологии, такие как «Лаборатория на чипе» (LOC), «Лаборатория на диске» (LOAD), микрофлюидические аналитические устройства на бумажной основе (µPADS), иммунохроматографический анализ (ИХА), CRISPR-CAS 12/13, кварцевые микровесы (QCM) и нанотехнологии, оцениваются с точки зрения их потенциала для улучшения диагностики арбовирусов, поскольку они предлагают быстрые, точные и точечные решения. Кроме того, выявление надежных биомаркеров, включая воспалительные цитокины, антитела, продукты активации эндотелия и индикаторы повреждения тканей или органов, имеет решающее значение для лучшего понимания патогенеза заболевания, прогноза и ответа на лечение.
Всесторонний анализ потенциальных методов диагностики и биомаркеров арбовирусных инфекций проливает свет на развивающиеся стратегии борьбы с этими значимыми для медицины заболеваниями, что в конечном итоге способствует повышению эффективности надзора, диагностики и лечения во всем мире.
Идентификаторы и классификаторы
Current Diagnostics and Biomarkers for Arboviral Infections
(a Review on Dengue, Zika, West Nile and Chikungunya Viruses)
Keywords: Diagnostics; Biomarkers; Zika; Dengue; West Nile; Chikungunya
Arboviral infections, transmitted to humans primarily through arthropod vectors, constitute a significant global health threat. Arboviruses, such as Dengue, Zika, Chikungunya, and West Nile viruses, continue to cause widespread outbreaks, necessitating advanced diagnostic tools. Emerging technologies including Lab On A Chip (LOC), Lab On A Disc (LOAD), Microfluidic Paper-Based Analytical Devices (μPADS), Lateral Flow Devices, CRISPR-CAS 12/13, Quartz crystal microbalance (QCM), and Nano-Technology are evaluated for their potential to enhance
arboviral diagnosis, offering rapid, accurate, and point-of-care solutions. Furthermore, the identification of robust biomarkers, including Inflammatory Cytokines, Antibodies, Endothelial Activation Products and Indicators of Tissue or Organ Damage, is crucial for improving the understanding of disease pathogenesis, prognosis, and treatment response. A comprehensive analysis of potential diagnostics and biomarkers for arboviral infections sheds light on the evolving strategies to combat these medically significant diseases, ultimately contributing to more effective surveillance, diagnosis and management worldwide.
Список литературы
- Raksakoon C., Potiwat R. Current arboviral threats and their potential vectors in Thailand.
Pathogens. 2021; 10(1): 80. https:// doi.org/10.3390/pathogens10010080 - Weaver S.C., Forrester N.L., Liu J., Vasilakis N. Population bottlenecks and founder effects:
implications for mosquito-borne arboviral emergence. Nat. Rev. Microbiol. 2021; 19(3): 184–95.
https://doi.org/10.1038/s41579-020-00482-8 - Wang W.H., Urbina A.N., Chang M.R., Assavalapsakul W., Lu P.L., Chen Y.H., et al. Dengue
hemorrhagic fever - A systemic literature
review of current perspectives on pathogenesis, prevention and control. J. Microbiol. Immunol.
Infect. 2020; 53(6): 963–78. https:// doi.org/10.1016/j.jmii.2020.03.007 - Parija S.C. Arboviruses (arthropod-borne viruses) and rodent- borne viruses. In: Textbook of
Microbiology and Immunology. Singapore: Springer Nature Singapore; 2023: 825–46. https://doi.
org/10.1007/978-981-19-3315-8_58 - Socha W., Kwasnik M., Larska M., Rola J., Rozek W. Vector-borne viral diseases as a current
threat for human and animal health-one health perspective. J. Clin. Med. 2022; 11(11): 3026.
https://doi. org/10.3390/jcm11113026 - Kain M.P., Skinner E.B., Athni T.S., Ramirez A.L., Mordecai E.A., van den Hurk A.F. Not all
mosquitoes are created equal: A synthesis of vector competence experiments reinforces virus
associations of Australian mosquitoes. PLoS Negl. Trop. Dis. 2022; 16(10): e0010768.
https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0010768 - Gómez M., Martinez D., Muñoz M., Ramírez J.D. Aedes aegypti and Ae. albopictus
microbiome/virome: new strategies for controlling arboviral transmission? Parasit. Vectors. 2022;
15(1): 287. https:// doi.org/10.1186/s13071-022-05401-9 - Brugueras S., Fernández-Martínez B., Martínez-de la Puente J., Figuerola J., Porro T.M., Rius
C., et al. Environmental drivers, climate change and emergent diseases transmitted by mosquitoes and their vectors in southern Europe: A systematic review. Environ. Res. 2020; 191: 110038. https://doi.org/10.1016/j.envres.2020.110038 - Hale G.L. Flaviviruses and the traveler: around the world and to your stage. a review of West
Nile, yellow fever, dengue, and Zika Viruses for the practicing pathologist. Mod. Pathol. 2023;
36(6): 100188. https://doi.org/10.1016/j.modpat.2023.100188 - McEntire C.R.S., Song K.W., McInnis R.P., Rhee J.Y., Young M., Williams E., et al. Neurologic
manifestations of the World Health Organization’s list of pandemic and epidemic diseases. Front.
Neurol. 2021; 12: 634827. https://doi.org/10.3389/ fneur.2021.634827 - Puntasecca C.J., King C.H., LaBeaud A.D. Measuring the global burden of chikungunya and Zika viruses: A systematic review. PLoS Negl. Trop. Dis. 2021; 15(3): e0009055. https://doi.org/10.1371/ journal.pntd.0009055
- Loe M.W.C., Hao E., Chen M., Li C., Lee R.C.H., Zhu I.X.Y.,
et al. Betulinic acid exhibits antiviral effects against dengue virus infection. Antiviral. Res.
2020; 184: 104954. https://doi. org/10.1016/j.antiviral.2020.104954 - Nikookar S.H., Moosazadeh M., Fazeli-Dinan M., Zaim M., Sedaghat M.M., Enayati A. Knowledge, attitude, and practice of healthcare workers regarding dengue fever in Mazandaran Province, northern Iran. Front. Public Health. 2023; 11: 1129056. https://doi. org/10.3389/fpubh.2023.1129056
- Khan A.W., Noor T., Memon U.A.A., Shakil A. Carica papaya extract: a new leaf in treating
dengue? Int. J. Surg. Glob. Heal. 2023; 6(4): e0188. https://doi.org/10.1097/gh9.0000000000000188 - Ushijima Y., Abe H., Nguema Ondo G., Bikangui R., Massinga Loembé M., Zadeh V.R., et al.
Surveillance of the major pathogenic arboviruses of public health concern in Gabon, Central Africa: increased risk of West Nile virus and dengue virus infections. BMC Infect. Dis. 2021; 21(1): 265. https://doi.org/10.1186/s12879-021-05960-9 - Bhat E.A., Ali T., Sajjad N., Kumar R., Bron P. Insights into the structure, functional
perspective, and pathogenesis of ZIKV: an updated review. Biomed. Pharmacother. 2023; 165: 115175. https:// doi.org/10.1016/j.biopha.2023.115175 - Adams L.E., Martin S.W., Lindsey N.P., Lehman J.A., Rivera A., Kolsin J., et al. Epidemiology
of dengue, chikungunya, and Zika virus disease in U.S. States and territories, 2017. Am. J. Trop.
Med. Hyg. 2019; 101(4): 884–90. https://doi.org/10.4269/ajtmh.19-0309 - Auriti C., De Rose D.U., Santisi A., Martini L., Piersigilli F., Bersani I., et al. Pregnancy
and viral infections: Mechanisms of fetal damage, diagnosis and prevention of neonatal adverse
outcomes from cytomegalovirus to SARS-CoV-2 and Zika virus. Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. 2021; 1867(10): 166198. https://doi. org/10.1016/j.bbadis.2021.166198 - Leontsini E., Maloney S., Ramírez M., Mazariegos L.M., Juárez Chávez E., Kumar D., et al.
Community perspectives on Zika virus disease prevention in Guatemala: A qualitative study. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2020; 102(5): 971–81. https://doi.org/10.4269/ ajtmh.19-0578 - Bonifay T., Le Turnier P., Epelboin Y., Carvalho L., De Thoisy B., Djossou F., et al. Review on
main arboviruses circulating on French Guiana, an ultra-peripheric European region in South
America. Viruses. 2023; 15(6): 1268. https://doi.org/10.3390/v15061268 - Simon F., Caumes E., Jelinek T., Lopez-Velez R., Steffen R., Chen L.H. Chikungunya: risks for
travellers. J. Travel. Med. 2023; 30(2): taad008. https://doi.org/10.1093/jtm/taad008 - Fehér O.E., Fehérvári P., Tolnai C.H., Forgách P., Malik P., Jerzsele Á., et al. Epidemiology
and clinical manifestation of West Nile virus infections of equines in Hungary, 2007–2020. Viruses. 2022; 14(11): 2551. https://doi.org/10.3390/v14112551 - Pierson T.C., Diamond M.S. The continued threat of emerging flaviviruses. Nat. Microbiol. 2020; 5(6): 796–812. https://doi. org/10.1038/s41564-020-0714-0
- Klingelhöfer D., Braun M., Kramer I.M., Reuss F., Müller R., Groneberg D.A., et al. A virus
becomes a global concern: research activities on West-Nile virus. Emerg. Microbes Infect. 2023;
12(2): 2256424. https://doi.org/10.1080/22221751.2023.2256424 - Shartova N., Mironova V., Zelikhina S., Korennoy F., Grishchenko M. Spatial patterns of
West Nile virus distribution in the Volgograd region of Russia, a territory with long-existing
foci. PLoS Negl. Trop. Dis. 2022; 16(1): e0010145. https://doi. org/10.1371/journal.pntd.0010145 - Mbim E.N., Edet U.O., Okoroiwu H.U., Nwaokorie F.O., Edet A.E., Owolabi A., et al. Arbovirus
and its potential to lead the next global pandemic from sub-Saharan Africa: What lessons have we learned from COVID-19? Germs. 2022; 12(4): 538–47. https://doi. org/10.18683/germs.2022.1358 - Castilho de Arruda L.D., Giovanetti M., Fonseca V., Zardin M.C.S.U., Lichs G.G.C., Asato
S., et al. Dengue fever surveillance in Mato Grosso do Sul: Insights from genomic analysis and
implications for public health strategies. Viruses. 2023; 15(9): 1790.
https://doi.org/10.3390/v15091790 - Wang J., Jiang C., Jin J., Huang L., Yu W., Su B., et al. Ratiometric fluorescent lateral flow
immunoassay for point-of-care testing of acute myocardial infarction. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2021; 60(23): 13042–9. https://doi.org/10.1002/anie.202103458 - Velders A.H., Schoen C., Saggiomo V. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) shield for Arduino DNA detection. BMC Res. Notes. 2018; 11(1): 93. https://doi.org/10.1186/s13104-018-3197-9
- Sharma S., Kabir M.A., Asghar W. Lab-on-a-chip Zika detection with reverse transcription
loop-mediated isothermal amplification- based assay for point-of-care settings. Arch. Pathol. Lab. Med. 2020; 144(11): 1335–43. https://doi.org/10.5858/arpa.2019-0667- OA - Song J., Mauk M.G., Hackett B.A., Cherry S., Bau H.H., Liu C. Instrument-free point-of-care
molecular detection of Zika virus. Anal. Chem. 2016; 88(14): 7289–94. https://doi.org/10.1021/acs.
analchem.6b01632 - Ganguli A., Ornob A., Yu H., Damhorst G.L., Chen W., Sun F., et al. Hands-free smartphone-based diagnostics for simultaneous detection of Zika, Chikungunya, and Dengue at point-of-care. Biomed. Microdevices. 2017; 19(4): 73. https://doi.org/10.1007/ s10544-017-0209-9
- Wang C., Liu M., Wang Z., Li S., Deng Y., He N. Point-of-care diagnostics for infectious
diseases: From methods to devices. Nano Today. 2021; 37: 101092. https://doi.org/10.1016/j.
nantod.2021.101092 - Liu Q., Zhang X., Chen L., Yao Y., Ke S., Zhao W., et al. A sample-to-answer labdisc platform
integrated novel membrane- resistance valves for detection of highly pathogenic avian influenza
viruses. Sensor. Actuat. B. Chem. 2018; 270: 371–81. https://doi. org/10.1016/j.snb.2018.05.044 - Strohmeier O., Keil S., Kanat B., Patel P., Niedrig M., Weidmann M., et al. Automated nucleic
acid extraction from whole blood, B. subtilis, E. coli, and Rift Valley fever virus on a
centrifugal microfluidic LabDisk. RSC Adv. 2015; 5(41): 32144–50. https://doi.
org/10.1039/c5ra03399c - Hin S., Lopez-Jimena B., Bakheit M., Klein V., Stack S., Fall C., et al. Fully automated
point-of-care differential diagnosis of acute febrile illness. PLoS Negl. Trop. Dis. 2021; 15(2):
e0009177. https:// doi.org/10.1371/journal.pntd.0009177 - Martinez A.W., Phillips S.T., Butte M.J., Whitesides G.M. Patterned paper as a platform for
inexpensive, low-volume, portable
bioassays. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2007; 46(8): 1318–20. https://doi.org/10.1002/anie.200603817 - Theillet G., Grard G., Galla M., Maisse C., Enguehard M., Cresson M., et al. Detection of
chikungunya virus-specific IgM on laser-cut paper-based device using pseudo-particles as capture antigen. J. Med. Virol. 2019; 91(6): 899–910. https://doi. org/10.1002/jmv.25420 - Chowdury M.A., Khalid F. Application of microfluidic paper-based analytical device (μPAD) to
detect COVID-19 in energy deprived countries. Int. J. Energy Res. 2021; 45(12): 18275–80.
https://doi. org/10.1002/er.6958 - Wang Z., Yu W., Xie R., Yang S., Chen A. A strip of lateral flow gene assay using gold
nanoparticles for point-of-care diagnosis of African swine fever virus in limited environment.
Anal. Bioanal. Chem. 2021; 413(18): 4665–72. https://doi.org/10.1007/s00216-021-03408-2 - Zheng S., Yang X., Zhang B., Cheng S., Han H., Jin Q., et al. Sensitive detection of
Escherichia coli O157:H7 and Salmonella typhimurium in food samples using two-channel fluorescence lateral flow assay with liquid Si@quantum dot. Food Chem. 2021; 363: 130400.
https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2021.130400 - Fogaça M.B.T., Bhunia A.K., Lopes-Luz L., de Almeida E.P.R.P., Vieira J.D.G., Bührer-Sékula S.
Antibody- and nucleic acid-based lateral flow immunoassay for Listeria monocytogenes detection. Anal. Bioanal. Chem. 2021; 413(16): 4161–80. https://doi. org/10.1007/s00216-021-03402-8 - Salvador M., Marqués-Fernández J.L., Bunge A., Martínez- García J.C., Turcu R., Peddis D., et
al. Magnetic nanoclusters increase the sensitivity of lateral flow immunoassays for protein
detection: application to pneumolysin as a biomarker for Streptococcus pneumoniae. Nanomaterials (Basel). 2022; 12(12): 2044. https://doi.org/10.3390/nano12122044 - Grant B.D., Anderson C.E., Alonzo L.F., Garing S.H., Williford J.R., Baughman T.A., et al. A
SARS-CoV-2 coronavirus nucleocapsid protein antigen-detecting lateral flow assay. PLoS One. 2021; 16(11): e0258819. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0258819 - Ge Y., Wu B., Qi X., Zhao K., Guo X., Zhu Y., et al. Rapid and sensitive detection of novel
avian-origin influenza A (H7N9) virus by reverse transcription loop-mediated isothermal
amplification combined with a lateral-flow device. PLoS One. 2013; 8(8): e69941.
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0069941 - Mao L., Ying J., Selekon B., Gonofio E., Wang X., Nakoune E., et al. Development and
characterization of recombinase-based isothermal amplification assays (RPA/RAA) for the rapid
detection of monkeypox virus. Viruses. 2022; 14(10): 2112. https://doi. org/10.3390/v14102112 - Shelite T.R., Bopp N.E., Moncayo A., Reynolds E.S., Thangamani S., Melby P.C., et al.
Isothermal recombinase polymerase amplification- lateral flow point-of-care diagnostic test for
Heartland virus. Vector. Borne Zoonotic Dis. 2021; 21(2): 110–5. https://doi.org/10.1089/
vbz.2020.2670 - Xiong D., Dai W., Gong J., Li G., Liu N., Wu W., et al. Rapid detection of SARS-CoV-2 with
CRISPR-Cas12a. PLoS Biol. 2020; 18(12): e3000978. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3000978 - Zhou W., Hu L., Ying L., Zhao Z., Chu P.K., Yu X.F. A CRISPR-
Cas9-triggered strand displacement amplification method for ultrasensitive DNA detection. Nat.
Commun. 2018; 9(1): 5012. https://doi.org/10.1038/s41467-018-07324-5 - Chen J.S., Ma E., Harrington L.B., Da Costa M., Tian X., Palefsky J.M., et al. CRISPR-Cas12a
target binding unleashes indiscriminate single-stranded DNase activity. Science. 2018; 360(6387):
436–9. https://doi.org/10.1126/science.aar6245 - Mann J.G., Pitts R.J. PrimedSherlock: a tool for rapid design of highly specific CRISPR-Cas12
crRNAs. BMC Bioinformatics. 2022; 23(1): 428. https://doi.org/10.1186/s12859-022-04968-5 - Xu B., Gong P., Zhang Y., Wang Y., Tao D., Fu L., et al. A one- tube rapid visual CRISPR assay
for the field detection of Japanese encephalitis virus. Virus Res. 2022; 319: 198869. https://doi.
org/10.1016/j.virusres.2022.198869 - Li H., Bello A., Smith G., Kielich D.M.S., Strong J.E., Pickering B.S. Degenerate
sequence-based CRISPR diagnostic for Crimean- Congo hemorrhagic fever virus. PLoS Negl. Trop. Dis. 2022; 16(3): e0010285. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0010285 - Park B.J., Yoo J.R., Heo S.T., Kim M., Lee K.H., Song Y.J. A CRISPR-
Cas12a-based diagnostic method for multiple genotypes of severe fever with thrombocytopenia syndrome virus. PLoS Negl. Trop. Dis. 2022; 16(8): e0010666. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0010666 - Prakrankamanant P. Quartz crystal microbalance biosensors: prospects for point-of-care
diagnostics. J. Med. Assoc. Thai. 2014; 97(Suppl. 4): S56–64. - Narita F., Wang Z., Kurita H., Li Z., Shi Y., Jia Y., et al. A review of piezoelectric and
magnetostrictive biosensor materials for detection of COVID-19 and other viruses. Adv. Mater. 2021; 33(1): e2005448. https://doi.org/10.1002/adma.202005448 - Hegde S.S., Bhat B.R. Dengue detection: Advances and challenges in diagnostic technology.
Biosens. Bioelectron. X. 2022; 10: 100100. https://doi.org/10.1016/j.biosx.2021.100100 - Wu T.Z., Su C.C., Chen L.K., Yang H.H., Tai D.F., Peng K.C.
Piezoelectric immunochip for the detection of dengue fever in viremia phase. Biosens. Bioelectron. 2005; 21(5): 689–95. https:// doi.org/10.1016/j.bios.2004.12.019 - Duarte J.L., Filippo L.D.D., Araujo V.H.S., Oliveira A.E.M.F.M., de Araújo J.T.C., Silva
F.B.D.R., et al. Nanotechnology as a tool for detection and treatment of arbovirus infections. Acta
Trop. 2021; 216: 105848. https://doi.org/10.1016/j.actatropica.2021.105848 - Eivazzadeh-Keihan R., Pashazadeh-Panahi P., Mahmoudi T., Chenab K.K., Baradaran B., Hashemzaei M., et al. Dengue virus: a review on advances in detection and trends – from conventional methods to novel biosensors. Mikrochim. Acta. 2019; 186(6): 329. https://doi.org/10.1007/s00604-019-3420-y
- Khan N.T., Khan M.J. Metallic nanoparticles fabrication methods – a brief overview. SunKrist
Nanotechnol. Nanosci. J. 2020; 2: 1–6. https://doi.org/10.46940/snnj.02.1002 - Simão E.P., Silva D.B.S., Cordeiro M.T., Gil L.H.V., Andrade C.A.S., Oliveira M.D.L.
Nanostructured impedimetric lectin-based biosensor for arboviruses detection. Talanta. 2020; 208: 120338. https://doi.org/10.1016/j.talanta.2019.120338 - John D.V., Lin Y.S., Perng G.C. Biomarkers of severe den- gue disease – a review. J. Biomed.
Sci. 2015; 22: 83. https://doi. org/10.1186/s12929-015-0191-6 - Conroy A.L., Gélvez M., Hawkes M., Rajwans N., Liles W.C., Vil- lar-Centeno L.A., et al. Host
biomarkers distinguish dengue from leptospirosis in Colombia: a case-control study. BMC Infect.
Dis. 2014; 14: 35. https://doi.org/10.1186/1471-2334-14-35 - Rathore A.P., Farouk F.S., St. John A.L. Risk factors and biomark- ers of severe dengue. Curr.
Opin. Virol. 2020; 43: 1–8. https://doi. org/10.1016/j.coviro.2020.06.008 - Zhao L., Hong W., Qiu S., Wang J., Tan X., Zhang F. The relationship between level of cytokines
and onset of severe dengue and their role as early warning signs. Chinese J. Microbiol. Immunol.
2021; (12): 778–83. https://doi.org/10.3760/cma.j.cn112309-20210421-00131 - Puc I., Ho T.C., Yen K.L., Vats A., Tsai J.J., Chen P.L., et al. Cy- tokine signature of dengue
patients at different severity of the dis- ease. Int. J. Mol. Sci. 2021; 22(6): 2879.
https://doi.org/10.3390/ ijms22062879 - Soo K.M., Khalid B., Ching S.M., Tham C.L., Basir R., Chee H.Y. Meta-analysis of biomarkers for
severe dengue infections. PeerJ. 2017; 5: e3589. https://doi.org/10.7717/peerj.3589 - Tran L., Radwan I., Minh L.H.N., Low S.K., Hashan M.R., Go- maa M.D., et al. Role of cytokines
produced by T helper im- mune-modulators in dengue pathogenesis: A systematic review and
meta-analysis. Acta Trop. 2021; 216: 105823. https://doi. org/10.1016/j.actatropica.2021.105823 - Chang Y., Jiang Y., Li C., Wang Q., Zhang F., Qin C.F., et al. Differ- ent gene networks are
disturbed by Zika virus infection in a mouse microcephaly model. Genomics Proteomics
Bioinformatics. 2020; 18(6): 737–48. https://doi.org/10.1016/j.gpb.2019.06.004 - da Silva M.H.M., Moises R.N.C., Alves B.E.B., Pereira H.W.B., de Paiva A.A.P., Morais I.C., et
al. Innate immune response in patients with acute Zika virus infection. Med. Microbiol. Immunol.
2019; 208(6): 703–14. https://doi.org/10.1007/s00430-019-00588-8 - Rabelo K., Gonçalves A.J.D.S., Souza L.J., Sales A.P., Lima S.M.B., Trindade G.F., et al. Zika
virus infects human placental mast cells and the HMC-1 cell line, and triggers degranulation,
cytokine re- lease and ultrastructural changes. Cells. 2020; 9(4): 975. https://doi.
org/10.3390/cells9040975 - Vinhaes C.L., Arriaga M.B., de Almeida B.L., Oliveira J.V., San- tos C.S., Calcagno J.I., et
al. Newborns with Zika virus-associated mi- crocephaly exhibit marked systemic inflammatory
imbalance. J. Infect. Dis. 2020; 222(4): 670–80. https://doi.org/10.1093/infdis/jiaa197
fever with thrombocytopenia syndrome virus. PLoS Negl. Trop. Dis. 2022; 16(8): e0010666.
https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0010666 - Camacho-Zavala E., Santacruz-Tinoco C., Muñoz E., Chacón-Sa- linas R., Salazar-Sanchez M.I.,
Grajales C., et al. Pregnant women infected with Zika virus show higher viral load and
immunoregula- tory cytokines profile with CXCL10 increase. Viruses. 2021; 13(1): - https://doi.org/10.3390/v13010080
- Naveca F.G., Pontes G.S., Chang A.Y., Silva G.A.V.D., Nascimen- to V.A.D., Monteiro D.C.D.S.,
et al. Analysis of the immunologi- cal biomarker profile during acute Zika virus infection reveals
the overexpression of CXCL10, a chemokine linked to neuronal dam- age. Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 2018; 113(6): e170542. https://doi. org/10.1590/0074-02760170542 - Adekola H.A., Ojo D.A., Balogun S.A., Dipeolu M.A. Serum pro- teogenomic investigation of C-X-C motif chemokine 10 (CXCL10) and Zika virus RNA in pregnant women of Nigerian tertiary teach- ing hospitals; 2022. Available at: https://ssrn.com/abstract=4313703
- Manickam C., Sugawara S., Reeves R.K. Friends or foes? The knowns and unknowns of natural
killer cell biology in COVID-19 and other coronaviruses in July 2020. PLoS Pathog. 2020; 16(8):
e1008820. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1008820 - Zuñiga J., Choreño-Parra J.A., Jiménez-Alvarez L., Cruz-Lagu- nas A., Márquez-García J.E.,
Ramírez-Martínez G., et al. A unique immune signature of serum cytokine and chemokine dynamics in patients with Zika virus infection from a tropical region in Southern Mexico. Int. J. Infect. Dis. 2020; 94: 4–11. https://doi.org/10.1016/j. ijid.2020.02.014 - Benzarti E., Murray K.O., Ronca S.E. Interleukins, chemokines, and tumor necrosis factor
superfamily ligands in the pathogenesis of West Nile virus infection. Viruses. 2023; 15(3): 806.
https://doi. org/10.3390/v15030806 - Leis A.A., Grill M.F., Goodman B.P., Sadiq S.B., Sinclair D.J., Vig P.J.S., et al. Tumor
necrosis factor-alpha signaling may con- tribute to chronic West Nile virus post-infectious
proinflammatory state. Front. Med. (Lausanne). 2020; 7: 164. https://doi.org/10.3389/
fmed.2020.00164 - Ninla-Aesong P., Mitarnun W., Noipha K. Proinflammatory cyto- kines and chemokines as
biomarkers of persistent arthralgia and se- vere disease after Chikungunya virus infection: A
5-year follow-up study in Southern Thailand. Viral. Immunol. 2019; 32(10): 442–52.
https://doi.org/10.1089/vim.2019.0064 - Chirathaworn C., Rianthavorn P., Wuttirattanakowit N., Poovo- rawan Y. Serum IL-18 and IL-18BP levels in patients with Chikun- gunya virus infection. Viral. Immunol. 2010; 23(1): 113–7. https:// doi.org/10.1089/vim.2009.0077
- Venugopalan A., Ghorpade R.P., Chopra A. Cytokines in acute chikungunya. PLoS One. 2014; 9(10): e111305. https://doi. org/10.1371/journal.pone.011130584. Chirathaworn C., Chansaenroj J., Poovorawan Y. Cytokines and chemokines in Chikungunya virus infection: protection or induction of pathology. Pathogens. 2020; 9(6): 415. https://doi.org/10.3390/ pathogens9060415
- Sharma M., Chattopadhya D., Chakravarti A., Gill S., Yumnam H. Role of pro-inflammatory IL-8
and anti-inflammatory IL-10 cy- tokines in dengue severity. J. Commun. Dis. 2021; 53(2): 69–75.
https://doi.org/10.24321/0019.5138.202128 - Liao B., Tang Y., Hu F., Zhou W., Yao X., Hong W., et al. Serum lev- els of soluble vascular
cell adhesion molecules may correlate with the severity of dengue virus-1 infection in adults.
Emerg. Microbes. Infect. 2015; 4(4): e24. https://doi.org/10.1038/emi.2015.24 - Tayal A., Kabra S.K., Lodha R. Management of dengue: an up- dated review. Indian J. Pediatr.
2023; 90(2): 168–77. https://doi. org/10.1007/s12098-022-04394-8 - Sivasubramanian S., Mohandas S., Gopalan V., Vimal Raj V., Gov- indan K., Varadarajan P., et
al. The utility of inflammatory and en- dothelial factors in the prognosis of severe dengue.
Immunobiology. 2022; 227(6): 152289. https://doi.org/10.1016/j.imbio.2022.152289 - Nolitriani N., Mariko R., Mayetti M. Soluble vascular cell adhe- sion molecule-1 levels and
severity of dengue hemorrhagic fever in children. Paediatr. Indones. 2021; 61(6): 328–35.
https://doi. org/10.14238/pi61.6.2021.328-35 - Mapalagamage M., Handunnetti S.M., Wickremasinghe A.R., Premawansa G., Thillainathan S.,
Fernando T., et al. High levels of serum angiopoietin 2 and angiopoietin 2/1 ratio at the critical
stage of dengue hemorrhagic fever in patients and association with clinical and biochemical
parameters. J. Clin. Microbiol. 2020; 58(4): e00436–19. https://doi.org/10.1128/JCM.00436-19 - Mariko R., Darwin E., Yanwirasti Y., Hadinegoro S.R. The difference of angiopoietin-2 levels
between dengue hemorrhagic fever patients with shock and without shock. Open Access Maced. J. Med. Sci. 2019; 7(13): 2119–22. https://doi.org/10.3889/oamjms.2019.569 - Ferreira A.S., Baldoni N.R., Cardoso C.S., Oliveira C.D.L. Biomark- ers of severity and
chronification in chikungunya fever: a systematic review and meta-analysis. Rev. Inst. Med. Trop.
Sao Paulo. 2021; 63: e16. https://doi.org/10.1590/S1678-9946202163016 - Kaur G., Pant P., Bhagat R., Seth P. Zika virus E protein modu- lates functions of human brain
microvascular endothelial cells and astrocytes: implications on blood-brain barrier properties.
Front. Cell. Neurosci. 2023; 17: 1173120. https://doi.org/10.3389/fn- cel.2023.1173120 - Clé M., Desmetz C., Barthelemy J., Martin M.F., Constant O., Maarifi G., et al. Zika virus
infection promotes local inflammation, cell adhesion molecule upregulation, and leukocyte
recruitment at the blood-brain barrier. mBio. 2020; 11(4): e01183–20. https://doi.
org/10.1128/mBio.01183-20 - Fares-Gusmao R., Rocha B.C., Sippert E., Lanteri M.C., Áñez G., Rios M. Differential pattern of
soluble immune markers in asymp- tomatic dengue, West Nile and Zika virus infections. Sci. Rep.
2019; 9(1): 17172. https://doi.org/10.1038/s41598-019-53645-w - Roe K., Orillo B., Verma S. West Nile virus-induced cell adhesion molecules on human brain
microvascular endothelial cells regulate leukocyte adhesion and modulate permeability of the in
vitro blood- brain barrier model. PLoS One. 2014; 9(7): e102598. https://doi.
org/10.1371/journal.pone.0102598 - Constant O., Maarifi G., Barthelemy J., Martin M.F., Tinto B., Sa- vini G., et al. Differential
effects of Usutu and West Nile viruses on neuroinflammation, immune cell recruitment and
blood-brain barri- er integrity. Emerg. Microbes. Infect. 2023; 12(1): 2156815. https://
doi.org/10.1080/22221751.2022.2156815 - Tanabe I.S.B., Tanabe E.L.L., Santos E.C., Martins W.V., Araújo I.M.T.C., Cavalcante M.C.A., et
al. Cellular and molecular immune response to chikungunya virus infection. Front. Cell Infect.
Micro biol. 2018; 8: 345. https://doi.org/10.3389/fcimb.2018.00345 - Wauquier N., Becquart P., Nkoghe D., Padilla C., Ndjoyi-Mbigui- no A., Leroy E.M. The acute
phase of chikungunya virus infection in humans is associated with strong innate immunity and T CD8 cell activation. J. Infect. Dis. 2011; 204(1): 115–23. https://doi. org/10.1093/infdis/jiq006 - Chirathaworn C., Chansaenroj J., Chaisuriyong W., Lertmaharit S., Poovorawan Y. IL-1Ra and
sVCAM-1 in chikungunya virus infec- tion. Acta Trop. 2022; 233: 106548.
https://doi.org/10.1016/j.acta- tropica.2022.106548 - Marques M.A., Adami de Sá F.P., Lupi O., Brasil P., von Ristow A. Trombose venosa profunda e vírus chicungunha. J. Vasc. Bras. 2017; 16(1): 60–2. https://doi.org/10.1590/1677-5449.009616 (inPortuguese)
- Kalluru P.K.R., Mamilla M., Valisekka S.S., Mandyam S., Calderon Martinez E., Posani S., et
al. Aminotransferases in relation to the se- verity of dengue: a systematic review. Cureus. 2023;
15(5): e39436. https://doi.org/10.7759/cureus.39436 - Swamy A.M., Mahesh P.Y., Rajashekar S.T. Liver function in dengue and its correlation with
disease severity: a retrospective cross-sectional observational study in a tertiary care center in
Coast- al India. Pan. Afr. Med. J. 2021; 40: 261. https://doi.org/10.11604/ pamj.2021.40.261.29795 - Goweda R., Faisal A. A study of clinical features and laboratory profile of dengue fever in
outpatient setting. Malays. J. Public Health Med. 2020; 20(2): 94–100.
https://doi.org/10.37268/mjphm/ vol.20/no.2/art.422 - Sibia R.S., Sood A., Subedi A., Sharma A., Mittal A., Singh G., et al. Elevated serum PAR-1
levels as an emerging biomarker of in- flammation to predict the dengue infection severity. J. Med. Virol. 2023; 95(1): e28152. https://doi.org/10.1002/jmv.28152 - Lee I.K., Chen Y.H., Huang C.H., Hsu J.C., Chang Y.C., Kuo H.J.,
et al. A multicenter cohort study of severe dengue and critically ill influenza patients with
elevated cardiac troponin-I: Difference clin- ical features and high mortality. Travel. Med.
Infect. Dis. 2022; 47: 102281. https://doi.org/10.1016/j.tmaid.2022.102281 - Teo A., Chia P.Y., Ramireddi G.K., Khoo S.K.M., Yeo T.W. Clinical and prognostic relevance of
sST2 in adults with dengue-associated cardiac impairment and severe dengue. PLoS Negl. Trop.Dis. 2022; 16(10): e0010864. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0010864 - Koshy K.G., Suresh M.K., Suresh M.M., Koshy D.I. The incidence and clinical profile of dengue
hemorrhagic fever among patients di- agnosed with dengue fever in a tertiary care centre in south India. Int. J. Res. Med. Sci. 2021; 9(4): 1050. https://doi.org/10.18203/2320 6012.ijrms20211349 - Niroshini N.J. To establish urine protein creatinine ratio as a pre dictor of disease
severity in pediatric dengue fever: Diss. Madurai; 2020. - Kosaraju A., Suresh S., Elumalai R., Matcha J., Manikantan S. #5688 Clinical Profile and
Outcomes of Dengue-Induced Acute Kidney Injury (Daki): a Tertiary Centre Experience From South In- dia. Nephrol. Dial. Transplant. 2023; 38(Suppl. 1): gfad063c_5688.
https://doi.org/10.1093/ndt/gfad063c_5688 - Fernandez G.J., Ramírez-Mejía J.M., Urcuqui-Inchima S. Transcrip- tional and
post-transcriptional mechanisms that regulate the genetic program in Zika virus-infected
macrophages. Int. J. Biochem. Cell Bi ol. 2022; 153: 106312. https://doi.org/10.1016/j.biocel.2022.106312 - Tabari D., Scholl C., Steffens M., Weickhardt S., Elgner F., Bend- er D., et al. Impact of
Zika virus infection on human neural stem Cell MicroRNA signatures. Viruses. 2020; 12(11): 1219.
https://doi. org/10.3390/v12111219 - Bhagat R., Kaur G.., Seth P. Molecular mechanisms of zika virus pathogenesis: An update.
Indian J. Med. Res. 2021; 154(3): 433–45. https://doi.org/10.4103/ijmr.IJMR_169_20 - He X., Ren J., Xu F., Ferguson M.R., Li G. Localization of West Nile virus in monkey brain:
double staining antigens immunohisto- chemically of neurons, neuroglia cells and West Nile Virus. Int. J. Clin. Exp. Pathol. 2009; 3(2): 156–61. - Gao A.R., Nichols L., Mannuru D. A rare case of West Nile virus-as- sociated cardiomyopathy.
Cureus. 2022; 14(8): e28473. https://doi. org/10.7759/cureus.28473 - Lei K., Ji W., Bhaya B., Ahsan C. A rare case of cardiac recovery af- ter acute myocarditis
from West Nile virus infection: a review of the current literature. Case Rep. Cardiol. 2022; 2022: - https:// doi.org/10.1155/2022/8517728
- Geerling E., Stone E.T., Steffen T.L., Hassert M., Brien J.D., Pin- to A.K. Obesity enhances
disease severity in female mice follow- ing West Nile virus infection. Front. Immunol. 2021; 12: - https://doi.org/10.3389/fimmu.2021.739025
- Castaldo N., Graziano E., Peghin M., Gallo T., D’Agaro P., Sar- tor A., et al. Neuroinvasive
West Nile infection with an unusual clinical presentation: a single-center case series. Trop. Med.
Infect. Dis. 2020; 5(3): 138. https://doi.org/10.3390/tropicalmed5030138 - Urošević A., Dulović O., Milošević B., Maksić N., Popović N., Milošević I., et al. The
importance of haematological and bioche- mical findings in patients with West Nile virus
neuroinvasive dis- ease. J. Med. Biochem. 2016; 35(4): 451–7. https://doi.org/10.1515/
jomb-2016-0022 - Jemielity S., Wang J.J., Chan Y.K., Ahmed A.A., Li W., Monah- an S., et al. TIM-family
proteins promote infection of multiple enveloped viruses through virion-associated
phosphatidylserine. PLoS Pathog. 2013; 9(3): e1003232. https://doi.org/10.1371/jour-
nal.ppat.1003232 - Acosta-Reyes J., Rico A., Bayona-Pacheco B., Navarro-Lechuga E., Muñoz F.L., Campo A., et al. High levels of cardiovascular bio- markers in fatal Chikungunya virus infection. Acta Trop. 2023;
237: 106705. https://doi.org/10.1016/j.actatropica.2022.106705 - Elfert K.A., Abdelwahed M., Chi G. Chikungunya virus infec- tion-related rhabdomyolysis: a
case report. Cureus. 2019; 11(2): e4036. https://doi.org/10.7759/cureus.4036 - Patwardhan A., Nalini A., Baishya P.P., Kulanthaivelu K., Krish- nareddy H., Dutta D., et al.
Case report: post-chikungunya-associat- ed myeloneuropathy. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2021; 105(4): 942–5. https://doi.org/10.4269/ajtmh.20-1277 - Roy E., Byrareddy S.N., Reid S.P. Role of microRNAs in bone pa- thology during chikungunya
virus infection. Viruses. 2020; 12(11): 1207. https://doi.org/10.3390/v12111207 - Parashar D., Paingankar M.S., More A., Patil P., Amdekar S. Altered microRNA expression
signature in chikungunya-infected mamma- lian fibroblast cells. Virus Genes. 2018; 54(4): 502–13.
https://doi. org/10.1007/s11262-018-1578-8 - Selvamani S.P., Mishra R., Singh S.K. Chikungunya virus exploits miR-146a to regulate NF-κB
pathway in human synovial fibro- blasts. PLoS One. 2014; 9(8): e103624. https://doi.org/10.1371/
journal.pone.0103624
Выпуск
Другие статьи выпуска
В первые 20 лет наступившего ХХI века практически ежегодно регистрировались вспышки вирусных инфекций. Становится все более ясным, что эпидемии смертоносных заболеваний будут возникать и впредь, до тех пор, пока человечество не изменит своего разрушительного отношения к природе. Возникает вопрос для дискуссии ‒ достаточно ли существующего арсенала противовирусных средств, чтобы противостоять
сложившейся неблагоприятной социально-экономической ситуации в мире?
Введение:
Респираторно-синцитиальный вирус крупного рогатого скота (Pneumoviridae: Orthornavirae, Or-thopneumovirus; Bovine respiratory syncytial virus, BRSV, Bovine orthopneumovirus) ‒ один из возбудителей респираторных заболеваний животных.
Актуально изучение частоты выявления агента у восприимчивых особей и его генетического разнообразия.
Цель работы:
Изучение частоты выявления вируса BRSV от больных животных методом ОТ-ПЦР и генетического полиморфизма изолятов на основе определения полной нуклеотидной последовательности гена гликопротеина G.
Материалы и методы:
Для выявления генома BRSV использовали последовательности участка гена гликопротеина F размером 381 п.н., а для филогенетического анализа ‒ полные нуклеотидные последовательности гена G. Филогенетические дендрограммы строили с использованием метода максимального правдоподобия в программе MEGA 7.0.
Результаты:
При вспышках массовых респираторных болезней РНК BRSV выявляли у животных всех возрастов в пробах легких, носовых выделений, слизистой оболочки трахеи, легочных лимфатических узлов.
В результате сиквенса получили полные нуклеотидные последовательности гена гликопротеина G размером 771 п.н. для 5 изолятов вируса и размером 789 п.н. для двух изолятов, нуклеотидное сходство между которыми составило 87‒100%. По результатам филогенетического анализа исследуемые изоляты отнесены к подгруппам вируса II и III, в каждую из которых вошли по два изолята соответственно.
Отдельную кладу образовал изолят K18, выделенный от животных, завезенных из Канады, а также образцы вакцин, содержащих аттенуированный штамм «375».
Заключение:
Геном вируса BRSV присутствовал у коров и нетелей в 20 и 14,3% случаев соответственно,
у телят в возрасте до 1 мес ‒ в 3,05%, у телят в возрасте от 1 до 6 мес ‒ в 6,7%. Полный анализ нуклеотидной последовательности гена G является полезным инструментом для изучения молекулярной эпизоотологии респираторно-синцитиальной инфекции крупного рогатого скота в конкретном регионе.
Введение:
Гепатит В является актуальной проблемой общественного здравоохранения во всем мире. На клиническое течение заболевания, особенно на его склонность к хронизации инфекции и развитию устойчивости к терапии, значительное влияние оказывают генотип и специфические мутации вируса гепатита В (ВГВ). С учетом сохраняющейся важности эпидемиологического контроля и профилактики заболевания, существует необходимость в простом, высокочувствительном и надежном методе секвенирования полного генома ВГВ.
Цель работы:
Создание и апробация амплификационной панели для полногеномного секвенирования ВГВ.
Материалы и методы:
В настоящей работе мы представляем амплификационную панель NGS, предназначенную для секвенирования генома ВГВ на платформе Illumina. Панель, состоящая из 54 праймеров, разделенных на 2 пула и амплифицирующих перекрывающиеся участки генома ВГВ длиной до 300 п.н., была апробирована на 246 образцах ДНК ВГВ, выделенных из крови.
Результаты:
Исследуемая выборка представляла собой широкое генотипическое разнообразие вируса, с выраженным преобладанием генотипа, характерного для Московского региона: 216 образцов были определены как генотип D, 27 – как генотип A, 2 – генотип B и 1 – генотип E. Пять образцов содержали по меньшей мере одну мутацию, связанную с устойчивостью к противовирусной терапии, в 23 образцах была найдена по меньшей мере одна мутация, связанная с ускользанием от поствакцинального ответа.
Заключение:
В работе детально изложены этапы проведения полногеномного секвенирования ВГВ, приведены лабораторный протокол, нуклеотидные последовательности используемых праймеров и подход к анализу полученных данных. На примере выборки клинических образцов показана состоятельность применяемой панели. Панель для секвенирования ВГВ обладает большим потенциалом для использования в научных исследованиях, эпидемиологическом мониторинге и развитии методов персонализированной медицины.
Введение:
Открытие двух типов вируса ЭпштейнаБарр (ВЭБ) ‒ ВЭБ-1 и ВЭБ-2 ‒ стимулировало изучение их распространенности в популяциях и связи со злокачественными опухолями.
Цель исследования:
Изучить персистенцию ВЭБ-1 и ВЭБ-2 среди этносов России, проанализировать
ПЦР-продукты гена LMP1 в изолятах вируса и оценить вклад типов ВЭБ в заболеваемость злокачественными новообразованиями.
Материалы и методы:
Изоляты ВЭБ, амплифицированные из смывов ротовой полости представителей
республик Адыгея, Калмыкия, Татарстан и Московской области (МО), изучали методом гнездной ПЦР на принадлежность к ВЭБ-1 и ВЭБ-2. Ампликоны LMP1, полученные с помощью ПЦР в реальном времени из ДНК вирусных изолятов, подвергали классификации и секвенированию на автоматическом секвенаторе ДНК ABI PRISM 3100-Avant (США), а результаты секвенирования анализировали с помощью программ Chromas 230 и Vector NT (Invitrogen, США). Достоверность полученных данных оценивали с помощью статистических пакетов Statistica for Windows 10.0.
Результаты:
Показатели распространенности ВЭБ-1 и ВЭБ-2 у представителей четырех этносов сравни-
вали с уровнями заболеваемости некоторыми опухолями у населения трех республик и МО. Доминирующая персистенция трансформирующего in vitro ВЭБ-1 у представителей Татарстана и МО коррелировала среди населения этих территорий с высокой заболеваемостью раком желудка и лимфомами. Напротив, преобладающее инфицирование не трансформирующим in vitro ВЭБ-2 представителей Адыгеи и обоими
типами вируса примерно у одинакового процента представителей Калмыкии коррелировало с более низкой заболеваемостью вышеуказанными опухолями населения этих республик. Различия между показателями заболеваемости указанными новообразованиями в сравниваемых этнических популяциях были статистически недостоверными (р > 0,05). Обнаруженные варианты LMP1 не отражали ни уровень персистенции типов ВЭБ, ни частоту возникновения опухолей.
Заключение:
Инфицированность этносов ВЭБ-1 и ВЭБ-2 может существенно различаться под влиянием
разных ф
Основная цель настоящей работы заключалась в определении особенностей циркуляции разных вирусных респираторных патогенов в период эпидемического сезона 2022–2023 гг. на фоне продолжающейся эволюционной изменчивоcти вируса SARS-CoV-2.
Материалы и методы:
В статье использованы методы, применяемые в «традиционном» и «госпитальном» эпидемиологическом надзоре за ОРВИ.
Результаты и обсуждение:
На фоне относительно низкой активности SARS-CoV-2 и его новых вариантов период с октября 2022 г. по сентябрь 2023 г. характеризовался ранней и высокой активностью вируcа гриппа A(H1N1)pdm09 (ноябрь–декабрь), на смену которому пришел вирус гриппа В (январь–март); активность вируса гриппа A(H3N2) была крайне низкой.
По антигенным свойствам популяции эпидемических штаммов были близкородственны вирусам, входившим в состав гриппозных вакцин и рекомендованных экспертами Всемирной организации здравоохранения для текущего сезона в странах Северного полушария.
Подтверждена эффективность вакцинопрофилактики гриппа у привитых (75,0%). Все изученные штаммывирусов гриппа A(H1N1)pdm09, A(H3N2) и В сохранили чувствительность к препаратам с антинейраминидазной активностью.
Структура и долевое участие других возбудителей ОРВИ по сравнению с предыдущим сезоном несколько изменились: выявлена тенденция к росту активности HAdV и HMPV, практически равнозначная активность HRsV, HRV, HCoV и HBoV и снижение активности HPIV.
При этом частота других возбудителей ОРВИ не достигла показателей предпандемического по COVID-19 периода. Дано обоснование актуализации состава гриппозных вакцин для стран Северного полушария в сезоне 2023–2024 гг.
Вирусы герпеса человека 6А и 6B (ВГЧ-6А и ВГЧ-6В) являются убиквитарными патогенами. Спектр клинических проявлений инфекций, вызванных ВГЧ-6А и ВГЧ-6В, достаточно широк. Современные представления о ВГЧ-6А и ВГЧ-6В, включая их хромосомноинтегрированную форму, являются основой для создания системы эпидемиологического мониторинга ассоциированных с данными вирусами инфекций. В статье затрагиваются вопросы эпидемиологии и диагностики инфекций, вызванных ВГЧ-6А и ВГЧ-6В, в том чиcле у
пациентов после трансплантации солидных органов и аллогенных гемопоэтических стволовых клеток.
В статье приведены исторические аспекты и основные результаты работы Отдела экологии вирусов (ОЭВ) с Научно-практическим центром по экологии и эпидемиологии гриппа, который был организован в 1969 г. на базе Института вирусологии им. Д.И. Ивановского АМН СССР.
Деятельность ОЭВ на протяжении более 50 лет была направлена на разработку фундаментальных проблем экологии вирусов, включая вопросы формирования популяционных генофондов вирусов в природе, и проведение комплексных крупномасштабных исследований в интересах биобезопасности государства.
Основное внимание в работе отдела посвящено проблемам особо опасных (арбовирусных) и социально значимых (грипп и другие ОРВИ, парентеральные гепатиты) вирусных инфекций.
В результате этой крупномасштабной работы на территории Северной Евразии были изолированы более 2 тыс. штаммов зоонозных вирусов (17 родов, 8 семейств), экологически связанных с различными видами членистоногих переносчиков и позвоночных хозяев.
Многие из них были зарегистрированы в международных каталогах в качестве новых видов. Изучена роль выделенных вирусов в патологии человека, описаны новые вирусные инфекции, разработаны диагностические препараты. Полученные в отделе научные результаты имеют высокий приоритет и признаны на мировом уровне.
Издательство
- Издательство
- ВНПОЭМП
- Регион
- Россия, Москва
- Почтовый адрес
- 111123, город Москва, Новогиреевская ул, д. 3а, этаж/помещ. 3/IX ком. 33
- Юр. адрес
- 111123, город Москва, Новогиреевская ул, д. 3а, этаж/помещ. 3/IX ком. 33
- ФИО
- Акимкин Василий Геннадьевич (ПРЕДСЕДАТЕЛЬ ПРЕЗИДИУМА)
- E-mail адрес
- vnpoemp@gmail.com
- Контактный телефон
- +7 (925) 0118779